Laboratorio. Determinación de azúcares reductores en el vino

La determinación de azúcares reductores de vinos es uno de mis terrores de laboratorio, hay veces que aunque uno intente hacerse el sordo o librarse del sorteo no hay más remedio que ponerse manos a la obra y averiguarlo.

Si tienes dudas sobre esta sufrida práctica, este es tu post:

Gracias al conocido y “sencillo” método podemos saber si la fermentación alcohólica ocurrió de forma completa, obteniéndose como resultado un vino seco sin contenido en azúcar, o conocer la cantidad de azúcares que quedan en un vino dulce, por ejemplo… Vamos a usar el Método Rebelein.

El fundamento de Rebelein para la determinación de azúcares reductores se basa en la propiedad que tienen éstos de reducir las sales cúpricas en medio alcalino y en caliente gracias a la función carbonilo que tienen este tipo de azúcares. En este proceso de reacciones se forman diversos compuestos oxidados entre ellos el óxido cuproso que precipita como resultado de la reducción del cobre divalente.

El cobre excedente se oxida en un medio ácido con una cantidad equivalente de yoduro que pasa a yodo, el yoduro es valorado con tiosulfato en presencia de almidón, se produce un viraje de azul oscuro a blanco lechoso cuando no queda más yoduro que oxidar.

El resultado lo tenemos en el volumen empleado en la bureta que nos da la lectura directa en g/L de azúcares reductores corrigiendo con una prueba en blanco (agua destilada). Este método se puede aplicar tanto para mostos como para vinos tintos, blancos y rosados.

Todo el procedimiento viene especificado en el reglamento de los Métodos Oficiales de la Comunidad Europea (Reglamento CEE 2676/90).

Según la legislación europea un vino tranquilo y seco debe tener menos de 4 g/L de azúcares.

Materiales:

  • –  Matraz Erlenmeyer 200 mL
  • –  Probeta 250 mL
  • –  Vaso de precipitados 500 mL
  • –  Matraz aforado 1000 mL
  • –  Vidrio reloj
  • –  Báscula de precisión
  • –  Micropipeta
  • –  Pipeta 10 mL
  • –  Bureta
  • –  Cronómetro
  • –  Embudo
  • –  Papel secante
  • –  Gafas y guantes de protección

    Reactivos:

  • –  Sulfato de cobre (II) pentahidratado (CuSO4 5H2O M= 249,7 g/mol)
  • –  Solución alcalina (Tartrato de potasio y sodio tetrahidratado KNaC4 4H2O)
  • –  Solución al 30% de yoduro de potasio
  • –  Ácido sulfúrico H2SO4 al 16%
  • –  Solución de almidón al 2%
  • –  Sodio tiosulfato pentahidratado Na2S2O3 5H2O
  • –  Agua destilada
  • –  Trozos de cerámica

    I. Preparado de las disoluciones de reactivos.

Lo ideal es que los reactivos estén preparados, sino tocará hacerlo. En mi caso por suerte los tengo a punto menos el ácido sulfúrico.

Para ello en un matraz aforado de 1000 mL se introducen 700 mL de agua destilada.

Se toman medidas de protección para el manejo del H2SO4 al 96% y se vierte en la probeta 160 mL del compuesto, con la ayuda de un embudo. Se enrasa al final hasta 160 mL con la micropipeta.

Se vierte poco a poco y cuidadosamente el ácido sulfúrico sobre el matraz aforado con agua destilada, y siempre debe hacerse en este orden: el reactivo sobre el agua.

Ante el progresivo aumento de la temperatura, que llega a unos 70C, se dejará enfriar hasta 20C. Ésto tardará cerca de una hora, aunque para acelerar el enfriamiento se puede poner el matraz bajo un chorro de agua fría sin que ésta entre dentro.

Una vez se encuentre a 20C, se enrasa hasta un litro con agua destilada.

II. método Rebelein:
1. En un Erlenmeyer se añaden sucesivamente con ayuda de pipeta y pipeteador:

– 2 mL de vino

– 10 mL de solución cúprica

– 5 mL de solución alcalina

– Algunos trocitos de cerámica.

(Ha de usarse una pipeta distinta para cada reactivo, o lavarla bien para pasar de uno a otro, así se evitan contaminaciones).

2. Se tapa el Erlenmeyer con un vidrio-reloj y se le da calor sobre el calefactor hasta ebullición, que se mantiene durante 3 minutos. Con un guante de protección se toma el matraz y se enfría bajo el grifo.

3. Con la probeta se añaden primero 10 mL de solución de yoduro de potasio y seguido de 10 mL de solución de ácido sulfúrico y después 10 mL de solución de engrudo de almidón.

4. Preparación del Blanco: Se vuelve a repetir el método usado hasta ahora pero sustituyendo los 2 mL de vino por 2 mL de agua destilada en otro Erlenmeyer.

5. Se enrasa la bureta con la solución de tiosulfato y se valora la muestra con vino hasta viraje a color blanco cremoso. Se anota el volumen de tiosulfato gastado.

6. Se vuelve a enrasar la bureta con tiosulfato y se hace la valoración de la muestra en blanco, hasta viraje a color blanco crema. Se anota el volumen de tiosulfato gastado.

El contenido en azúcares reductores obtenido es la diferencia entre el volumen de tiosulfato empleado en el blanco y el volumen empleado en la muestra con vino.

Vblanco – Vvino = Azúcares (glucosa + fructosa) g/L

Mis resultados particulares… Tiosulfato empleado en blanco = 29,3 mL.

Tiosulfato empleado en vino = 29,1 mL.

Azúcares reductores en el vino = 0,2 g/L … Lo que nos indica un vino seco.

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Laboratorio. Crecimiento de levaduras y bacterias en diferentes medios de cultivo

En laboratorio es muy frecuente recurrir a la propagación, multiplicación o crecimiento de microorganismos con el objeto de ser estudiados y examinados en sus procesos biológicos.
Para ello se usan distintos medios de cultivo, que pueden ser líquidos (caldo de cultivo), semisólidos o sólidos, según requiera el organismo a propagar.
El soporte utilizado para el cultivo será una placa de Petri en caso de tener un medio sólido, o un tubo de ensayo para medios líquidos.

En esta ocasión vamos a hacer crecer en un medio sólido gelatinoso a base de agar agar un velo de flor común de la crianza biológica de vinos.
Se llama velo de flor al conjunto de levaduras autóctonas Saccharomyces cerevisiae (se conocen más de doscientas destacando Baeticus, Montuliensis, Xereciensis) y No Saccharomyces, que son usadas para la crianza de vinos generosos; estas levaduras consumen glicerina, reducen bastante tanto la acidez volátil del vino como el ácido málico y producen grandes cantidades de paraldehidos y acetaldehídos responsables de los aromas almendrados, avellanados y punzantes característicos de estos vinos. La transformación que ejercen sobre el vino base es notable.

El aspecto del velo de flor es el de una densa capa de levaduras, de grosor variable y de color entre blanco y grisáceo con textura algodonosa.

El objetivo de esta práctica es familiarizarnos con el cultivo de levaduras y observar su desarrollo.

Se utilizará la placa de Petri como soporte del cultivo. Fue ideada y construida en 1877 por el bacteriólogo alemán Julius Richard Petri cuando trabajaba como ayudante de Robert Koch, el premio Nobel descubridor del bacilo de la tuberculosis. Inventó el popular y sencillo doble disco de cristal que a partir de entonces facilitó enormemente la creación y aislamiento de microcosmos artificiales en el que poder observar procesos microbianos.
El medio será de agar agar, una gelatina vegetal de origen marino, procedente de la pared celular de varias especies de algas. Su nombre viene del malayo y significa jalea.

Usada desde antiguo en el este de Asia y llevada a Europa hacia la mitad del siglo XIX. Es un polímero de subunidades de galactosa, usado en cocina y en microbiología como gelificante y medio de cultivo.
El cultivo estará a una temperatura controlada en un autoclave, es un aparato habitual en los laboratorios de microbiología con sistema cerrado donde se forma vapor de agua que se somete a una presión elevada, una atmósfera, lo que hace que el agua alcance una temperatura de 121C causando la desnaturalización de enzimas lo que conlleva a la muerte de los microorganismos y la destrucción de las esporas. Es decir, uno de sus usos es esterilizar a 121C durante 20 minutos y 1 atmósfera de presión. El autoclave registra la evolución de los parámetros durante el tiempo que esté introducido el medio, dando un informe en papel con los datos obtenidos.

Materiales:

  • –  Placa de Petri
  • –  Botes autoclavables
  • –  Asa de siembra de tungsteno
  • –  Mechero de alcohol
  • –  Autoclave
  • –  Vaso de precipitados 500 mL
  • –  Cucharilla metálica
  • –  Peso electrónico
  • –  Papel secante
  • –  Cinta de pintor para etiquetas

    Medio de cultivo de levaduras:

  • –  Levaduras de velo de flor en vino tinto
  • –  Medio YPD (Yeast extract Peptona Dextrosa)
  • – Extracto de levadura 1%. Cód. 403687 – Peptona 2%. Cód. 403695
  • – Glucosa 2%. Cód. 4074
  • – Agar agar 2%. Cód. Merk 105463
  • – Agua destilada

 

Preparación del medio YPD.
– De cada bote de nutrientes de levadura se toma la cantidad adecuada según el porcentaje indicado, pesándolos en peso electrónico y depositándolos sobre un trozo de papel. Las cantidades en gramos son las siguientes:

  • –  Extracto de levadura – 5 g
  • –  Peptona – 10 g
  • –  Glucosa – 10 g
  • –  Agar–10g

    – El resto del contenido del medio se rellena con agua destilada hasta llegar a 500 mL.

    – Se introduce todo en un bote autoclavable y se mezcla bien para conseguir una solución homogénea, el tapón se coloca pero no se enrosca del todo para que no estallen los botes cuando estén en el autoclave.

    – Se anota en la etiqueta la fecha y contenido del bote.
    – Se procede a autoclavar, se introducen los botes que quepan dentro, y se programa a temperatura de 121oC, 1 atmósfera y 20 minutos.
    (A tener en cuenta que 1 atm es igual a 1.013249966 bares, que es unidad de presión). – Una vez terminado el procedimiento, se deja reposar.

    – Se calientan las muestras autoclavadas al baño maría para que se desolidifiquen y se deposita el líquido en las placas de Petri, esperamos a que vuelvan a gelificar y seguidamente se prescintan con parafilm y se reservan.
    (Tener en cuenta que debe haber una fuente de calor con llama junto a las placas de Petri en el momento de depositar el medio líquido en ellas para que no se contaminen por microbios presentes en el aire).

    Siembra de levaduras de velo de flor.
    – Se realiza una siembra por zonas con objeto de aislar las futuras colonias de levaduras y observar cómo prosperan.
    – Se toma el asa de siembra y se calienta al rojo con el mechero de alcohol.
    – A continuación apoyándose sobre una mesa con una mano se abre parcialmente la tapa de la placa de Petri, en un ángulo de 45 grados aproximadamente, con la otra mano sujetando el asa de siembra se captura una pequeña porción de levadura de velo de flor de vino tinto del bote que la contiene y con sumo cuidado se pinta con ella sobre la superficie del medio de agar sin llegar a penetrar en la gelatina.

Se procede de este modo:

  1. Se pinta en zigzag sobre un tercio de la gelatina, se vuelve a poner al rojo el asa de siembra, se pone en contacto con la gelatina para que pierda calor y no mate a la levadura.
  2. Se toma una pequeña porción de levadura esta vez de la propia siembra sobre el medio, haciendo un segundo zigzag sobre otro tercio de la placa, con un trazo más separado, y se vuelve a poner al rojo el asa de siembra, se pone en contacto con la gelatina para que pierda calor.
  3. Se toma una última y minúscula porción del último zigzag y se repite el procedimiento, de manera que cada vez hay menos concentración de levadura por superficie del medio de agar.
  4. Se tapa la placa de Petri y se marca la fecha y nombre de la siembra.

     

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    Croquis de siembra

 

Pasados 10 días se aprecia bastante bien la evolución de las colonias de levaduras, nos encontramos con colonias aisladas de levadura de velo de flor en el último tercio de la siembra y en el segundo tercio, y colonias aglomeradas de levaduras en el primer tercio de la siembra, el de mayor densidad de población.

Se puede decir que la práctica ha sido un éxito, por su resultado positivo del crecimiento de levaduras, y además podemos observar otras colonias que también han prosperado en este medio:

Moho. Hongos invasores que forman filamentos unicelulares o pluricelulares, los hay de muchos tipos, crecen con facilidad en medios cálidos y húmedos.
En este caso formar algunas colonias de gran tamaño sobre todo en el primer tercio de la siembra, donde la humedad y la concentración de levaduras ha sido mayor.

Respecto a la levadura espontánea que ha prosperado en el medio tengo mis dudas sobre cuál es de las dos que defino a continuación:

a) Candida lusitaniae. Levadura considerada patógeno nosocomial, está constituida por células gemantes de forma elipsoidal. No forma hifas ni, en consecuencia, presenta tubo germinal, aunque es frecuente observar la formación de pseudomicelio. En los medios de cultivo habituales, las colonias son de color rosado y aspecto cremoso, deslizantes, blandas y suaves.

b) Rhodotorula rubra. Levadura unicelular Basidiomycota con un característico pigmento rojizo, del cual viene su nombre, puede crear rudimentarios micelios, es poco frecuente asociarla a infecciones micóticas en seres humanos.

 

A continuación vemos la doble gráfica de los datos tomados en el autoclave, donde los medios estuvieron durante 43 minutos:

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Algunas imágenes de la práctica:

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Esta práctica fue realizada en 2014.

Laboratorio. Tinción simple y tinción diferencial de bacterias

Primera parte: Tinción simple de bacterias Acetobacter aceti.

Materiales:

  • –  Vinagre
  • –  Vidrio-reloj
  • –  Mechero de alcohol
  • –  Portaobjetos y cubreobjetos
  • –  Micropipeta
  • –  Microscopio óptico
  • –  Tinte cristal violeta
  • –  Aceite de inmersión
  • –  agua destilada en bote limpiador
  • –  Papel secante.

    El objetivo de esta práctica común es observar forma, tamaño y agrupación del organismo de las bacterias acetobácter. La fermentación alcohólica da lugar al etanol, y con la oxidación del etanol se produce ácido acético, donde viven estas bacterias acéticas, imprescindibles en la obtención de los vinagres.

    Procedimiento:

    – Se coloca una gota de agua destilada en un portaobjetos limpio.
    – Se toman 250 microlitros (0,25 ml) de vinagre con la micropipeta y se extiende sobre la gota de agua destilada.
    – Se fija cuidadosamente por calor con el mechero de alcohol.
    – Se tiñe con cristal violeta, esperamos unos cinco minutos.
    – Se lava con agua destilada para eliminar el exceso de colorante.
    – Se tapa el preparado con el cubreobjetos.
    – Se coloca en el microscopio.

Las células de bacterias son difíciles de ver al microscopio por su poco contraste con el medio en el que se encuentran, así que con colorantes resultará mucho más fácil observarlas. En este caso sólo es necesario un colorante.

Células bacterianas acéticas en formación de racimo: Aumento x100 al microscopio.

El objetivo de aumento x100 se usa con aceite de cedro, conocido como aceite de inmersión, esto es porque la distancia focal de un objetivo tan potente es muy pequeña, y entra muy poca luz, entonces se unta una gota de aceite, de indice de refracción casi

igual al vidrio, los rayos de luz continúan su camino sin desviación, consiguiendo así que una mayor cantidad de luz llegue al objetivo y sea posible observar por él.

Explicamos lo que se observa:

Agrupaciones en racimo de células ovoides y redondas, muy parecidas a racimos de uvas, con diferente cantidad de células por agrupación, distinta forma de racimos, algunas aparecen sueltas por parejas o tríada. La pared celular es gruesa. En el grupo de la derecha, en la imagen anterior, parece haber una zona de transformación o de división celular de célula madre.

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Células bacterianas acéticas en formación de racimo. Aumento x100

Segunda parte: Tinción diferencial. Bacterias lácticas Oenococcus oeni.

El objetivo de la práctica es observar forma, tamaño y agrupación de las bacterias lácticas del yogurt como Oenococcus oeni y aprender a utilizar el método de tinción diferencial.
Uno muy usado en microbiología es la tinción de Gram. Basándose en su reacción a esta tinción, las bacterías pueden dividirse en dos grupos: grampositivas y gramnegativas: La distinta reacción nos indica diferencias fundamentales de la pared celular de las distintas bacterias.

Las gramnegativas son constantes en su reacción, tienen una capa interna delgada cubierta por capas externas de densidad menor, lipopolisacáridos, lipoproteínas, proteínas, glicopéptido.
las grampositivas pueden presentar respuestas variables en ciertas condiciones, tienen una capa densa y uniforme, ácidos teicoicos, polisacáridos, proteínas, mayor porcentaje de glicopéptido.

Algunas grampositivas pierden propiedad de retener el cristal violeta, y en consecuencia, se tiñen por la safranina apareciendo como gramnegativas.
Las bacterias gram+ se verán al microscopio color violeta y las gram- de color rosado o rojizo claro.

Materiales:

  • –  Yogurt comercial
  • –  Mechero de alcohol
  • –  Portaobjetos y cubreobjetos
  • – Vidrio-reloj
  • –  Micropipeta
  • –  Microscopio óptico
  • –  Cristal violeta (primera tinción)
  • –  Lugol (solución iodada, mordiente)
  • –  safranina (colorante de contraste)
  • –  Etanol
  • –  Aceite de inmersión
  • –  agua destilada en bote limpiador
  • –  Bastoncillo

– Papel secante.

En un portaobjetos limpio se extiende con un bastoncillo un poco de yogur.
Fijar la extensión cuidadosamente por el calor de la llama del mechero hasta que se seque.
Añadir dos o tres gotas de etanol sobre la muestra para eliminar las grasas, esperar cinco minutos y lavar con agua destilada.
Coloración:
– 2 minutos en cristal violeta
– Se lava con agua destilada
– 1 minuto en lugol
– Se decolora con metanol, dejar actuar 30 segundos
– Se lava con agua destilada
– 1 minuto en safranina
– Se lava
– Se seca suavemente con papel de filtro
– Una vez que la preparación esté seca, poner una gota de aceite de inmersión y observar al microscopio con el objetivo x100.

Bacterias lácticas con doble tinción a aumento x100.

¿Qué forma tienen las bacterias observadas?

Tienen forma ovoide, algunas un poco arriñonadas, de menor tamaño que muchas células, las vegetales por ejemplo que comparadas al microscopio con un aumento x100 se veían claramente mucho mayores.

¿Están aisladas o agrupadas? ¿Qué tipo de agrupación?

Se presentan sobre todo agrupadas, en formación de cadenas retorcidas y enredadas de cocos o bacilos. También hay un pequeño porcentaje que aparecen aisladas.

¿Qué tipo de Gram son?

Las bacterias lácticas pertenecen a la clasificación de gram positivas, como podemos apreciar en la imagen tomada del microscopio, donde vemos a estas bacterias teñidas de color añil violetáceo. Es cierto que más que tonos violetas presentan tonos azulados, pero en cualquier caso si al violeta le falta rojo aparece azulado. Si fueran gram negativas presentarían una tinción rojiza,y justo ese color no lo encontramos.

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Bacterias lácticas con tinción doble o diferencial, a aumento x100.

Laboratorio. Acidez Total.

1. Introducción

Uno de los análisis más habituales de un vino en laboratorio es el de la acidez total, siendo fundamental conocerla para la correcta elaboración del producto.

El vino tiene tres categorías de ácidos:
– Los ácidos orgánicos naturales, procedentes de la uva, destacan el tartárico, el málico y el cítrico en este orden de concentración.

– Los ácidos orgánicos derivados, los que surgen durante la fermentación alcohólica, destacan el succínico y el acético. El láctico surge de la fermentación maloláctica.

– Los ácidos inorgánicos, de origen mineral, como el sulfúrico.

El más abundante es el tartárico y también el más estable, pudiendo llegar a suponer más de dos tercios del total. El ácido tartárico precipita de manera natural en forma de sales (tartrato cálcico o bitartrato potásico) formando cristales.

Su fórmula es HOOC-CHOH-CHOH-COOH. tartaric-acid

2. Fundamento teórico

La acidez total de un vino se considera como la valoración de la suma de todos sus ácidos cuando se lleva el vino a pH 7 por adición de una solución alcalina valorada, y usando como indicador de viraje la fenolftaleína.
Es la suma de la acidez fija y la acidez volátil, nos indica el total de sustancias ácidas libres o combinadas que están presentes en un vino.

Se suele expresar en gramos de ácido tartárico por litro de vino, ya que este ácido es el más representativo y abundante en el vino con diferencia.
Los resultados normales se encuentran entre los 4,5 y 6,0 g/L de tartárico.
A mayor acidez total, menor factor de pH.

El objetivo de esta práctica es aprender a realizar la determinación de acidez total de un vino.

3. Materiales y reactivos.

  • –  Matraz Erlenmeyer de 250 mL
  • –  Bureta de 50 mL
  • –  Pipeta de 10 mL
  • –  Matraz aforado de 250 mL
  • –  Vaso de precipitados
  • –  Embudo
  • –  Soporte, nuez y pinzas
  • –  Papel secante Reactivos
  • –  NaOH 0,1N
  • –  Vino blanco de mesa
  • –  Fenolftaleína
  • –  Agua oxigenada

    4. Procedimiento

    4.1. Obtención de NaOH 0,1N a partir de NaOH 0,5N.

    La sosa 0,1 Normal se obtiene por disolución en agua destilada. La normalidad (N) es el número de equivalentes (n) de soluto (st) por litro de disolución (sc).
    La disolución consiste en el aumento del volumen de una sustancia de concentración conocida añadiéndole más solvente, cuando la solución se diluye a un nuevo volumen, aún contiene el mismo número de moles de soluto.

    Por tanto la concentración ha disminuido, pero el producto es igual al mismo número de moles.
    NaOH tiene una masa molecular de 40 g/mol.
    Pesamos en el peso electrónico 1 gramo de NaoH 0,5N para 250 mL de agua destilada. Con 50 mL esta disolución, ahora 0,1N, se cargará la bureta.

4.2. Valoración de la acidez total de un vino.

– Se toman con una pipeta 10 mL de muestra del vino en cuestión, en este caso vino blanco de mesa, y se colocan en un Erlenmeyer de 250 mL .

– Se añaden 10 mL de agua destilada.

– Se agregan dos o tres gotas de indicador fenolftaleína y se agita brevemente la solución, se traspasa a un vaso de precipitados.

– Se carga una bureta de 50 mL previamente limpia y seca ayudándose de un embudo con la solución de NaOH 0,1N y se enrasa.

– Se procede a valorar la muestra dejando caer lentamente y gota a gota el hidróxido de sodio 0,1N en el vaso de precipitados, Con una mano se agita suavemente y en círculos el vaso con la muestra y con la otra se juega con la llave de la bureta para controlar la cantidad de sosa que va añadiéndose a la solución.

– Continuar hasta viraje del indicador a un leve tono rosado.

– Anotar el volumen consumido de sosa.

– Repetir el procedimiento dos veces más para realizar una media aritmética de los tres resultados del volumen de sosa empleado.

5. Cálculos

Con los datos obtenidos vamos a calcular la AT, acidez total del vino, que se expresa engramos por litro de ácido tartárico y con un error de un decimal. Hay que tener en cuenta que el error absoluto de la bureta utilizada es de ±0,1.

La fórmula comúnmente usada para 10 mL de NaOH es:
AT= 7,5 · N · Vbase(mL)

 

La explicación de dicha fórmula es la siguiente:

2NaOH + H2T = Na2T + 2H2O; (2mL) (1mol)

0,1mL NaOH / 1000mL · 1mL H2T / 2mL NaOH · 100g H2T / 1mL H2T= 15/2000= 0,0075

6. Resultados

El resultado de las tres pruebas es:

  • –  1er viraje: 6,7 mL de NaOH 0,1N
  • –  2o viraje: 6,2 mL de NaOH 0,1N
  • –  3er viraje: 6,4 mL de NaOH 0,1N
    – Media aritmética: 6,4 mL de NaOH 0,1N

    Entonces AT= 7,5 · N · Vbase(mL)
    AT= 7,5 · 0,1 · 6,4; AT= 4,8 g/L de ácido tartárico. Estas pruebas se realizaron con fecha de 09/12/2014.

    La siguiente tanda de pruebas de AT se realizaron el día 10/02/2015, con estos resultados:

  • –  1er viraje: 9 mL de NaOH 0,1N
  • –  2o viraje: 8,8 mL de NaOH 0,1N
  • –  3er viraje: 8,3 mL de NaOH 0,1N

    – Media aritmética: 8,7 mL de NaOH 0,1N Entonces AT= 7,5 · N · Vbase(mL)

    AT= 7,5 · 0,1 · 8,7; AT= 6,5 g/L de ácido tartárico.

7. Conclusión

7.1. Tras la realización de la primera prueba podemos concluir que el vino analizado tiene una acidez total bastante moderada, ya que el rango normal está entre los 4,5 y 6,0 g/L de ácido tartárico. Es decir, es un vino con poca acidez, lo que nos indica que no es un vino joven, sino que o tiene crianza o es un vino joven degradado por el paso del tiempo, donde el tartárico ha precipitado en la botella.

 7.2. Observando el resultado de la segunda y última prueba de AT, podemos concluir que el vino analizado, un rosado joven del año hecho en el propio centro tiene una acidez total bastante elevada, superando el rango de normalidad que es de 6 g/L de tartárico.

Laboratorio. Acidez Volátil.

Índice. Introducción………………………………………………………………………………………pág.3 Fundamento teórico……………………………………………………………………………pág.3 Materiales………………………………………………………………………………………….pág.4 Procedimiento……………………………………………………………………………………pág.4 Resultados………………………………………………………………………………………….pág.5 Conclusión………………………………………………………………………………………….pág.6 Bibliografía…………………………………………………………………………………………pág.6

 

1. Introducción

Uno de los análisis más habituales de un vino en laboratorio es el de la acidez volátil, en esta práctica vamos a proceder a valorar la acidez volátil de un tinto joven 2013 de uva merlot mediante dos métodos muy usuales:

  • –  Método Duclaux-Gayon
  • –  Método García-Tena.

2. Fundamento teórico

La acidez volátil son un conjunto de ácidos formados durante la fermentación o como consecuencia de alteraciones microbianas. Estos ácidos son, principalmente: ácido acético, ácido propionico, ácido butírico y ácido sulfúrico.

Si la acidez volátil, presente en todos los vinos, es muy elevada el vino se picará y avigranará con el paso del tiempo, además no aporta un aroma agradable en nariz. Es conveniente que la acidez volatil de un vino sea lo más baja posible.

El contenido en acidez volátil no puede ser superior a:
a) 18 miliequivalentes por litro para los mostos de uva parcialmente fermentados, b) 18 miliequivalentes por litro para los vinos blancos y rosados,
c) 20 miliequivalentes por litro para los vinos tintos.
Al ser el ácido acético el más representativo y el que se encuentra en mayor concentración de los ácidos volátiles del vino, la acidez volátil se expresa en g/L de ácido acético.

 

3. Materiales

Para el método Duclaux-Gayon:

  • –  Matraz Erlenmeyer de 250 mL
  • –  Bureta de 50 mL
  • –  Pipeta de 10 mL
  • –  Matraz aforado de 250 mL
  • –  Vaso de precipitados
  • –  Embudo
  • –  Soporte, nuez y pinzas
  • –  Papel secante Reactivos
    • –  NaOH 0,1N
    • –  Tinto joven merlot
    • –  Fenolftaleína
    • –  Agua oxigenada

Para el método García-Tena:

  • –  Matraz de destilación
  • –  Conjunto de aparatos de destilación
  • –  Probeta de 5,1 mL
  • –  Probeta de 3,2 mL
  • –  Matraz erlenmeyer
  • –  Papel secante
  • –  Mechero de alcohol

    Reactivos:

    • –  NaOH 0,02M
    • –  Tinto joven merlot desprovisto de CO2
    • –  Indicador fenolftaleína

 

4. Procedimiento

4.1. Para el método Duclaux-Gayon:

Se destilan 20 mL de vino desprovisto de dióxido de carbono diluidos con 35 mL de agua y se obtienen 50 mLde destilado, cuya acidez se determina por valoración de NaOH 0,1M.
La acidez volátil se expresa en g/L de ácido acético y con dos decimales.
AV g/L = 0,375 x v; v= mL de hidróxido de sodio 0,1M consumidos en la valoración.

4.2. Para el método García-Tena:

– En el matraz de destilación se colocan 11 mL de vino desprovisto de CO2 y se conecta al aparato de destilación.
– A la salida del refrigerante se coloca la probeta de 5,1mL y se procede a la destilación.
– Cuando el destilado alcanza el trazo superior de la probeta se sustituye por la probeta de 3,2 mL, dándose por terminada la destilación cuando se alcanza este volumen. Se debe hacer un cambio rápido de probetas con las dos manos.
– El destilado recogido en la probeta de 3,2 mL se vierte en un Erlenmeyer y se valora con la solución de NaOH 0,02M en presencia de dos gotas de fenolftaleína, hasta un viraje a color rosado.
– Sea v el volumen de sosa consumido. AV= 0,366 x v

5. Resultados

Esta práctica se realizó el 03/02/2015. Los resultados obtenidos son:
1er viraje: 1,5 mL de NaOH 0,02M
2o viraje: 1,8 mL de NaOH 0,02M
Media aritmética: 1,6 mL de NaOH 0,02M.

Resultado final de acidez volátil:
1,6 x 0,366 = 0,54 g/L de ácido acético en el tinto merlot.

 

6. Conclusión

Podemos concluir que el vino analizado tiene una acidez volátil correcta aunque ligeramente alta, teniendo en cuenta que no debe superar los 0,9 g/L. Aunque se encuentra dentro tanto de los límites legales como los de equilibrio químico para que no sobresalga organolépticamente.

7. Bibliografía

Determinación de la acidez volátil en los vinos sulfitados. Juan Guiteras Farrás.

Laboratorio. Reconocimiento de glúcidos.

Reconocimiento de glúcidos. I. Métodos cualitativos: Poder reductor.

Objetivo

Conocer y diferenciar varios tipos de glúcidos mediante la prueba de reacción de Fehling y ver cuáles tienen poder reductor y cuáles no:
– Glúcido monosacárido (glucosa). Elevado poder reductor.
– Glucido disacárido (sacarosa). Sin poder reductor.

– Glúcido polisacárido (almidón). Sin poder reductor.

Fundamento teórico.

Esta reacción se basa en el carácter reductor de los monosacaráridos y algunos disacáridos.

Si el glúcido tiene poder reductor se oxida y reducirá el sulfato de cobre (II) de color azul, al óxido de cobre (I) de color rojo ladrillo.
El reactivo Fehling A proporciona los iones Cobre que van a ser reducidos, mientras el reactivo Fehling B proporciona el medio alcalino para que se desarrolle la reacción.

Por tanto, en presencia del reactivo Fehling (azul intenso) el azúcar se oxida y la sal cúprica del reactivo se reduce, originándose óxido cuproso (rojo ladrillo). Si el color se mantiene azul y no vira, significa que el azúcar en cuestión no tiene poder reductor.

Materiales

  • –  Vidrio-reloj
  • –  Mechero Bunsen
  • –  Pipeta
  • –  Tubos de ensayo
  • –  Matraz aforado
  • –  Gradilla
  • –  agua destilada
  • –  Hornillo y recipiente de vidrio
  • –  Baño maría
  • –  Papel secante.

Reactivos

  • –  Solución de glucosa al 5%
  • –  Solución de sacarosa al 5%
  • –  Solución de almidón al 2,5%
  • –  Reactivo de Fehling A (Sulfato cúprico 7%)
  • –  Reactivo de Fehling B (Tartrato Na-K 33% en NaOH 10%)
  • –  ClH6M,ClH2M
  • –  NaOH 1M
  • –  Lugol (Solución yodoyodurada) Uso 1:3.

Procedimiento

 

Se colocan en una gradilla 6 tubos de ensayo numerados, con el siguiente contenido:

Tubo 1. 2 mL de solución de glucosa, 1 mL de fehling A y 1mL de Fehling B. Calentar al baño maría hasta ebullición.

Tubo 2. 2 mL de solución de sacarosa, 1mL de Fehling A y 1 mL de Fehling B. Calentar al baño maría hasta ebullición.

Tubo 3. 1 mL de solución de sacarosa, 1 mL de ClH 2M. Calentar al baño maría 5 minutos, dejar enfriar a temperatura ambiente y pasarlo bajo el grifo.
Neutralizar con 1mL de de NaOH 1M
Añadir 1,5 mL de cada una de las reacciones de Fehling y calentar al baño maría.

Tubo 4. Tomar 3 mL de solución de almidón y añadir 2-3 gotas de lugol. Observar cambio de color. Calentar con el mechero sujetándolo con una pinza de madera y esperar a que pierda el color. Enfriar bajo el grifo y dejar en agua fría.

Tubo 5. Tomar 2 mL de solución de almidón y añadir 1 mL de ClH 6M. Calentar cuidadosamente con el mechero sujetándolo con pinzas de madera y mover ligeramente hasta ebullición.

  • Calentar al baño maría 10 minutos. Enfíar y neutralizar con con 2,5 mL de NaOH 3M. Sacar con la pipeta la mitad del contenido del tubo y llevarlo al tubo 6.
  • Añadir al tubo 5 una gota de lugol.

Tubo 6. Realizar prueba de Fehling al contenido añadiendo 1,5 mL de cada uno (A y B) y llevarlo a ebullición al baño maría.

La reacción será positiva si la muestra se vuelve rojo ladrillo, y será negativa si se vuelve azul verdoso o morado.

Resultados

Tubo 1: La solución se torna de un intenso color rojo ladrillo o anaranjado.

Tubo 2: La solución no vira de color, permanece de color azul. Tubo 3: La solución se torna rojo-anaranjado.

Tubo 4: La solución de almidón cambia de color a un morado oscuro azulado con el reactivo lugol.

Tubo 5: En este caso el contenido de este tubo de ensayo ha dado negativo, no ha reaccionado.

Tubo 6: La solución se volvió de color morado.

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Tubo 1: El monosacárido glucosa ha reaccionado, por tanto tiene poder reductor.

Tubo 2: El disacárido sacarosa no tiene poder reductor, por eso no vira.

Tubo 3: Hay disacáridos no reductores como la sacarosa, que con la prueba de Fehling no reaccionan, pero observamos que añadiéndole 1 mL de ácido clorhídrico 2M sí reacciona y adquiere poder reductor, tornándose la solución a color rojo-anaranjado.

Tubo 4: Vamos a explicar por qué si el almidón no tiene poder reductor, ha cambiado de color. Reacción del Lugol:
Este método se usa para identificar polisacáridos. El almidón en contacto con unas gotas de Reactivo de Lugol (disolución de yodo y yoduro potásico) toma un color azul-morado característico.

En este caso el almidón nos da una reacción positiva al añadirle lugol, pero no es debido a una reacción química, sino porque el yodo del lugol se introduce en las espidas del almidón,

coloreándolo. A ésto se le llama compuesto de inclusión.
Después la solución de almidón se calienta, se deja enfriar y se volverá de nuevo incolora, porque el iodo se desprende de las espidas de almidón, que quedan de nuevo sin teñir. Por tanto es un proceso reversible.

Tubo 5: No ha reaccionado, ésto es porque al agregar el ácido clorhídrico al polisacárido, se hidroliza y se descompone en monosacáridos, por tanto deja de ser almidón. Al añadir el lugol, no se tiñe el almidón porque ya no lo es, y el lugol no tiñe a los monosacáridos. Es por ésto que da negativa la reacción al lugol.

Tubo 6: Tras añadir las dos reacciones de Fehloing se volvió color morado.

 

Bibliografía

http://www.juntadeandalucia.es/averroes/recursos_informaticos/concurso2001/accesit_4/ glucidos.html